實時熒光定量 PCR（qPCR）自問世以來,，就受到了廣大生命科學(xué)實驗工作者和醫(yī)院檢驗工作者的極大關(guān)注,，使得該技術(shù)得到了很快的普及。雖然qPCR技術(shù)目前應(yīng)用方向十分廣泛,，但是仍碰到很多用戶在實驗中存在著由于不當(dāng)操作而數(shù)據(jù)精度不高,、重復(fù)性差,、可信度差等問題,。在這里，我們根據(jù)實際工作中的經(jīng)驗以及參考萬謙等人^[1]的研究,，給大家詳細(xì)說明一些有助于提高實驗質(zhì)量的操作技巧,，希望能給大家?guī)硪欢ǖ膸椭?br /> 

1、引物的操作技巧：

使用引物設(shè)計軟件進(jìn)行設(shè)計時,，在操作界面上設(shè)定相應(yīng)的參數(shù),，擴(kuò)增子參數(shù)一般設(shè)定范圍為80 ～ 200bp，擴(kuò)增子長度越短,，擴(kuò)增效率越高,，可選擇設(shè)定在110bp，110bp在后期的擴(kuò)增中僅用10s,，其余的參數(shù)均默認(rèn),，軟件即給出引物列表，一般選用評分高或者靠前的,，因為評分越高或越靠前的引物對形成引物二聚體的可能越小,。
 

引物一般由試劑公司合成，為干粉狀態(tài),，在溶解前,，最好用高速離心機(jī)低溫快速離心30s，使得引物干粉匯聚到管底,，避免損失引物,。引物收到后，需要先摸索引物的退火溫度和終濃度,，以達(dá)到較理想的qPCR擴(kuò)增效果,，其次測定引物的擴(kuò)增效率，通常在非正式實驗時,，假定引物的擴(kuò)增效率為*,，擴(kuò)增產(chǎn)物在指數(shù)期呈現(xiàn)2n的增長,。在正式實驗時，考慮到引物的擴(kuò)增效率實際不是100%,，所以需要測定引物的擴(kuò)增效率以修正結(jié)果,。一個測定引物擴(kuò)增效率的簡單方法如下: 以cDNA樣品或標(biāo)準(zhǔn)品為模板，依次稀釋 10¹,、10²,、10³、10⁴,、10⁵,、10⁶ 倍，采用前期摸索好的qPCR擴(kuò)增條件,，得到6個Cq值,，然后以log（模板濃度）為X軸變量，以Cq值為Y軸變量作回歸直線圖,，得到直線的斜率,，擴(kuò)增效率 = 10( ^{－1 /斜率}) － 1，整個數(shù)據(jù)計算可以在Excel中完成,，也可在qPCR軟件中直接得出,。
 

2、反應(yīng)體系配制技巧：

正式實驗時,，每個樣本至少3個重復(fù),，為了消除各重復(fù)之間的系統(tǒng)誤差，可配置3.2個反應(yīng)體系,，將所需的所有試劑和模板加在同一個PCR管中,，充分渦旋混勻后，再分裝到3個重復(fù)孔中,，這樣可有效減小系統(tǒng)誤差,。另外，一些實驗者為了節(jié)省試劑,，采用10μL反應(yīng)體系,，我們認(rèn)為這是不可取的，因為體積太小,，加樣誤差會大,，這樣做得不償失，建議使用20μL以上的反應(yīng)體積,。如上操作,，可以在較大程度上消除由于加樣不準(zhǔn)造成的系統(tǒng)誤差。
 

如表1所列,，“優(yōu)化前”是5管中分別依次加入模板和各反應(yīng)試劑,，最后得到的Cq值標(biāo)準(zhǔn)偏差為2.66,；“優(yōu)化后”是使用模板和各反應(yīng)試劑的混合液，然后分裝至5管中,，最后得到的Cq值標(biāo)準(zhǔn)偏差為0. 32,；由上述可見，數(shù)據(jù)精度得到極大的改善,。